Práctica 6:Tinción supravital con azul de metileno. (PV)(B1)

Fecha:07-11-2014.

Tinción supravital con azul de metileno. (PV).

Introducción:

Al investigar las estructuras celulares podemos utilizar dos formas diferentes de tinción: aquellas que se hacen con el tejido muerto y las que utilizan tejido o células vivas para su observación.

Entre las segundas podemos diferenciar las tinciones vitales, que consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo y las tinciones supravitales, que emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

En ambos casos loq ue se pretende es destacar los elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior de la misma.

Los colorantes vitales más utilizados son el rojo neutro, que tiñe fundamentalmente los gránulos citoplasmáticos, el verde jano, que tiñe mitocondrias y otros organulos celulares, y el azul de metileno, que tiñe núcleos y algunas estructuras celulares.

Material:

-Microscopio optico.

-Un portaobjetos y un cubreobjetos.

-Tubos de hemólisis.

-Pipetas pasteur.

-Parafilm.

-Sangre capilar o venosa.

-Lanceta.

-Alcohol.

-Gasas.

Muestra:

-Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Reactivos:

-Azul de metileno preparado.

-Oxalato potásico.

Fundamento:

En esta tinción supravital utilizaremos como colorante el azul de metileno nuevo. Este es de carácter básico y tiñe fundamentalmente los núcleos celulares.

Procedimiento:

1. Preparar colorante: Pesar 0.5g de azul de metileno nuevo y 1,6g de oxalato potásico y mezclarlos en 100ml de agua destilada c.s.p (cantidad suficiente para).

2. En un tubo de hemólisis depositamos dos gotas de sangre y otras dos gotas de colorante.

3.Tapar el tubo de hemólisis con parafilm y dejar reposar durante diez minutos.

4.Con la ayuda de una pipeta pasteur, depositamos una gota de la muestra teñida en un portaobjetos y cubrimos con un cubreobjetos.

5.Observamos la preparación resultante al microscopio óptico con el objetivo de 40x.

Interpretación de los resultados:

- La observación a microscopio debe ser rápida, ya que las células no permanecen vivas mucho tiempo, se puede apreciar los núcleos celulares teñidos, pero mi grupo al no esperarnos el tiempo necesario para la fijacion de colorante a las células, se veía poca cosa.

Práctica 5:Preparación de sangre en fresco. (P III)(B1)

Fecha:07-11-2014.

Preparación de sangre en fresco. (P III).

Introducción:

La observación de las muestras sin teñir permite evitar los efectos secundarios de la tinción, como pueden ser la coagulación de las proteinas o lavisualización de los hidratos de carbono y grasas.

De este modo, es posible visualizar la estructura natural de las células, o los cambios estructurales en procesos patológicos, que de otro modo, podrían ser achacados al método de tinción.

Material:

-Microscopio óptico.

-Dos portaobjetos y un cubreobjetos.

-Lanceta.

-Alcohol.

-Gasas.

Muestra:

Sangre capilar o venosa, anticoagulada.

Fundamento:

-En esta práctica, podremos visualizar al menos los glóbulos rojos de la sangre.

Procedimiento:

1. Desinfectar la zona con alcohol y la ayuda de una gasa.

2. Pinchar con una lanceta, procurando que el pinchazo sea lo menos traumatico posible.

3. Depositar las segunda gota de sangre con cuidado en el portaobjetos.

4. Invertir inmediatamente el cubreobjetos, apoyandolo sobre el portaobjetos, permitiendo que la sangre se extienda formando una película delgada.

5. Sellar la preparación.

6. Observar la preparación al microscopio con el objetivo de 40x.

Interpretación de los resultados:

Los glóbulos rojos frescos son de color anaranjado verdoso sin movilidad intrínseca. Puenden observarse aislados o agrupados en "pilas de monedas", que son más frecuentes en ciertas patologías de las proteinas plasmáticas.

Los lóbulos blancos o leucocitos vivos si son células moviles, ya que tienen un extremo activo que producepseudopodos y facilita el desplazamiento. Los que tienen esta capacidad más desarrollada son los linfocitos.

Las plaquetas no tienen movilidad y tienden a agregarse formando acumulos.

También podeos observar en esta muestra de sangre fresca sin teñir los quilomicrones, que son lipoproteinas y presentan el aspecto de cuerpos muy refringentes cuyo numero aumenta despues de las comidas. No se ven en las preparaciones teñidas ya que son solubles en alcohol.

En la muestra podemos observar la forma normal de los eritrocitos y las formas patológicas di las hubiera, tambien es posible ver la presencia de parásitos hemáticos vivos, como puede ser el tripanosoma o las microfilarias.

Práctica 4:Estudio microscópico de la cristalización de la saliva. (p II)(B1).

Fecha: 06-11-2014.

Estudio microscópico de la cristalización de la saliva.      (p II).

Introducción.

En el periodo preovulatorio, debido a la creciente concentración de estrógenos en el organismo de la mujer, comienzan a formarse en su saliva unos cristales en forma de lecho, que van aumentando en cantidad y visibilidad a medida que nos acercamos a la ovulación.

La cristalización maxima de la saliva se produce cuando la concentración de estrógenos llega a un nivel máximo . Esto sucede justo antes de la ovulación.

Una cristalización considerable de la saliva se prolonga, pero ya en descenso, durante los tres o cuatro días que siguen a la ovulación. En el periodo post-ovulatorio, debido a la alta concentración de progesterona en el plasma, los cristales van desapareciendo, hasta ser casi inexistentes en la ultima semana del ciclo menstrual.

Material:

-Un microscopio.

-Un portaobjetos.

-Una pipeta pasteur.

-Saliva de una mujer.

Muestra:

-Saliva, antes de emitirla, es conveniente enjuagarse la boca, para procurar que la saliva esté limpia.

Fundamento:

- La saliva en presencia de una concentración apreciable de estrogenos, cristaliza cuando se la deja secar sobre un portaobjetos, esta cristalización es visible microscopicamente.

Procedimiento:

1. Limpiar un portaobjetos con un pañuelo de papel.

2. Depositar una gota de saliva en el portaobjetos, previamente obtenida con la pipeta pasteur.

3. Extender la gota con la ayuda de otro portaobjetos.

4. Dejar secar la extensión.

5. Poner el portaobjetos sobre la platina.

6. Enfocar la preparación con cada uno de los objetivos, excepto con el de inmersión, para mejor visualización es mejor que la muestra sea atravesada por poca luz, alejando el condensador de la preparación y cerrando parcialmente el diafragma.

Interpretación de los resultados:

- La cristalización puede ser clara y abundante, mediana, y nula.

- La visualización clara y abundante de una cristalización implica, que la mujer esta en una situación de fertilidad, esto coincide con los días que rodean a la ovulación, y suele encontrarse a lo largo del ciclo menstrual durante una semana.

- La visualización de una mediana cristalización no permite encuadrar a la mujer dentro de un estado patente de fertilizad o de infertilidad.

- La visualización de una cristalización nula implica, que la mujer esta en una situación de infertilidad. esto suele encontrarse en la menstruación y en los días que la rodean.